PEMERIKSAAN ANGKA KUMAN

I.TUJUAN
Mengetahui jumlah kuman pada sampel yang diperiksa.
II.DASAR TEORI
Pengambilan sampel usap alat makan : Angka kuman atau atau angka lempeng total adalah angka yang menunjukkan adanya mikroorganisme pathogen atau non pathogen menurut pengamatan secara visual atau dengan kaca pembesar pada media penanaman yang diperiksa, kemudian dihitung berdasarkan lempeng dasar untuk standart test terhadap bakteri(M.Maurer,1973).Atau jumlah bakteri mesofil dalam satu millimeter atau satu gram atau satu cm2 usap alat sampel yang diperiksa.Dasar pengujian adalah koloni bakteri aerob setelah ditanam pada media yang sesuai dan dieramkan selama 48 jam suhu 370 C untuk bakteri mesofil dan 550 C untuk bakteri termofil(Sumarno,1991).Pengambilan spesimen dilakukan pada permukaan benda seluas 10 cm2 atau 2 cm x 5 cm.Batas minimal untuk usap alat makan adalah 100/cm2.Standart angka kuman pada linen sebanyak 6x103 spora bacillus per inchi persegi(Dirjen PPM dan PLP,1997).Standart angka kuman untuk minuman sebanyak 105.
III.ALAT DAN BAHAN
• Untuk usap alat makan:
 Piring
 Mika ukuran 10 cm2
 Lidi kapas steril dalam tabung reaksi
 Petridish steril
 Pipet steril
 Oven
 Tabung reaksi
 Lampu spiritus
 Incubator 370 C
 Spidol
 Korek api
 PCA steril
 Pemanas air
• Untuk sampel minuman :
 Minuman (aqua)
 Petridish steril
 Lampu spirtus
 Pipet steril
 Oven
 Korek api

IV.CARA KERJA
A.Usap alat makan
1.Pengambilan sampel usap makan :
 Siapkan piring yang akan diambil sampelnya
 Mika/plastic transparan dilubangi panjang 5 cm lebar 2 cm
 Letakkan plastic tran sparan berlubang dengan luas 10 cm2 pada bagian cekung piring(sebelumnya plastic transparan disteril dahulu dengan alcohol pada seluruh permukaan)
 Lidi kapas steril 1 buah dicelupkan pada PBS agar jangan terlalu basah tempelkan lidi kapas tersebut pada dinding tabung
 Oleskan lidi kapas basah tersebut pada lubang plastic transparan dengan luas 10 cm2
 Masukkan lidi kapas tersebut pada PBS secara aseptic
 Ulangi pengambilan sampel tersebut dengan mengoleskan lidi kapas kering
 Masukkan dalam PBS
 Sampel siap diperiksa
2.Pemeriksaan jumlah kuman
 Disiapkan petridish, lampu spirtus, spidol,sampel, piper steril, dan larutan pengencer 9 ml
 Petridish dan larutan pengencer diberi kode sesuai pengencer missal : 101 102 103 104 105
 Sampel dikocok agar homogeny
 Ambil sampel dengan pipet steril 1ml masukkan ke dalam larutan pengencer dengan kode 101
 Campur sampai homogeny
 Ambil sampel dengan pengencer 101 sebanyak 2 ml, 1 ml dimasukkan ke dalam larutan pengencer kode 102,, 1 ml masukkan ke dalam larutan pengencer 103
 Campur hingga homogeny
 Ambil sampel dengan pengencer 103 sebanyak 1ml dimasukkan ke dalam petridish
 Dibuat kontrol dengan mengisi petridish sebanyak 1 ml larutan pengencer
 Masing-masing petridish ditambah PCA steril cair suhu 45-500 C
 Digoyang pelan-pelan agar pertumbuhan koloni merata
 Tunggu sampai beku
 Eramkan pada incubator 370 C selama 2x24 jam dalam posisi terbalik
 Dibaca koloni yang tumbuh dengan coloni counter
 Catat hasil dan hitung jumlah kumannya
B.Pada minuman
1.Pengambilan sampel minuman
 Siapakan alat
 Sampel dibuka dengan aseptic dengan cara didekatkan lampu spiritus
 Sampel diperiksa
2.Pemeriksaan jumlah kuman
 Disiapkan petridish, lampu spirtus, spidol,sampel, piper steril, dan larutan pengencer 9 ml
 Petridish dan larutan pengencer diberi kode sesuai pengencer missal : 101 102 103 104 105
 Sampel dikocok agar homogeny
 Ambil sampel dengan pipet steril 1ml masukkan ke dalam larutan pengencer dengan kode 101
 Campur sampai homogeny
 Ambil sampel dengan pengencer 101 sebanyak 2 ml, 1 ml dimasukkan ke dalam larutan pengencer kode 102,, 1 ml masukkan ke dalam larutan pengencer 103
 Campur hingga homogeny
 Ambil sampel dengan pengencer 103 sebanyak 1ml dimasukkan ke dalam petridish
 Dibuat kontrol dengan mengisi petridish sebanyak 1 ml larutan pengencer
 Masing-masing petridish ditambah PCA steril cair suhu 45-500 C
 Digoyang pelan-pelan agar pertumbuhan koloni merata
 Tunggu sampai beku
 Eramkan pada incubator 370 C selama 2x24 jam dalam posisi terbalik
 Dibaca koloni yang tumbuh dengan coloni counter
 Catat hasil dan hitung jumlah kumannya
C.Pada lantai
1. Pengambilan sampel usap lantai
 Petri steril dibalik dan pada bagian belakang dari tiap petri diberi kertas label
 lantai diberi plastik transparan yang sudah disterilkan terlebih dahulu pada bagian tengah, kemudian usap bagian tengah yang telah dibatasi oleh plastik transparan tersebut dengan menggunakan lidi kapas
 usapan pertama dengan menggunakan lidi kapas yang sebelumnya telah dicelupkan ke dalam PBS, kemudian usapan kedua dengan menggunakan lidi kapas yang masih kering
 setelah digunakan untuk mengusap, kemudian kedua lisi kapas tersebut dimasukkan ke dalam PBS pada tabung reaksi dan ditutup dengan kapas agar tidak terkontaminasi (inilah yang akan menjadi sampel)
 sample dikocok agar homogen, kemudian dibuat seri pengenceran dari 10-1, 10-2 dan 10-3
 masing-masingh pengencer diambil 1 ml kemudian dimasukkan dalam Petri steril yang sudah disiapkan
 dibuat control dengan cara diambil 1 ml pengencer kemudian dimasukkan ke dalam petridish steril
 masing-masing Petri dituangi media PCA yang telah dicairkan kurang lebih 12-15 ml tiap Petri
 Petri digoyang-gyangkan pada tempat yang rata agar koloni dapat tumbuh secara merata
 setelah membeku diinkubasi pada incubator pada suhu 370C selama 2 x 24 jam
 hitung koloni yang tumbuh dengan koloni counter

V.PENGHITUNGAN
Rumus angka kuman :
(jml.koloni-K)x101+(jml.koloni-K)x102+(jml.koloni-K)x103
3
=………… koloni/cm2 (usap alat)
koloni/ml(minuman)



Hasil pemeriksaan pada minuman :
(276-10)x101+(177-10)x102
2

= 9680 koloni/ml
Keterangan :
 101 = 276
 102 = 177
 103= 0
 Kontrol = 10
Hasil pemeriksaan pada usap alat makan :
Kontrol : 10
Petridish 101 : 367
Petridish 102 : 347
Petridish 103 : 157

= (K1-K)101 + (K2-K)102 + (K3-K)103 = .............koloni/cm2
3
= 3570 + 33700 + 147000 = 184270
3 3
= 61423,3 koloni/cm2
Hasil pemeriksaan pada lantai :
(K1 – K)101 + (K2 – K)102 + (K3 – K)103
3 =

(228-10)101 + (220-10)102 + (186-10)103 =
3
218+21000+176000 = 65739,33 koloni/cm3
3
VI.PEMBAHASAN
• Pertumbuhan koloni bakteri pada pengencer yang tinggi diperoleh angka kuman yang tinggi, jadi semakin rendah tingkat pengencerannya maka akan diperoleh nilai angka kuman yang semakin rendah pula.
• Dan perhitungan pada kontrol yang seharusnya tidak terdapat kuman, karena dalam kontrol hanya terdapat pengencer steril yang tidak ditumbuhi atau ditaburi koloni bakteri. Ternyata masih terdapat angka kuman yang bisa dibilang banyak. Hal ini terjadi, kemungkinan besar karena adanya kontaminasi pada saat pemeriksaan dan perlakuan.

VII.KESIMPULAN
• Dari pemeriksaan di atas,diperoleh angka kuman pada minuman sebanyak 9680 koloni/ml
• Hasil pemeriksaan pada sampel alat makan adalah 61423,3 koloni/cm2
• Pada pemeriksaan sampel usap lantai diperoleh jumlah kuman sebanyak 65739,33 koloni/cm3

TEKNIK PENGAMBILAN SAMPEL AIR UNTUK PEMERIKSAAN BAKTERIOLOGIS

A. TUJUAN
1. Mahasiswa dapat melakukan pengambilan sampel air untuk pemeriksaan mikrobiologi
2. Mahasiswa mampu menggunakan alat pengambilan sampel dengan baik dan benar
3. Mahasiswa mampu menggunakan metode dan cara pengambilan sampel dengan benar

B. DASAR TEORI
Macam – macam sampel air :
1. Sampel air kran
2. Sampel sumur gali
3. Sampel sungai
4. Sample kolam renang
5. Sample mata air / sumber
6. Sample danau / rawa – rawa
7. Sampel limbah
Sampel air yang diambil harus dalam keadaan steril. Hal ini dimaksudkan agar air yang diambil mengandung bakteri yang murni berasal dari air tersebut, sehingga diperlukan teknik- teknik pengambilan air sampel yang benar.

C. ALAT dan BAHAN
- Botol sampel dengan tali dan pemberat
- Botol sampel tanpa tali dan pemberat
- Kruistang
- Spiritus / alkohol
- Alat tulis
- Korek api
- Kertas label / etiket
- Tas sampling
- Kapas
- Benang kenur


D. PEMBAHASAN
Pada praktikum ini, kami hanya melakukan praktek pengambilan sampel air sungai di lingkungan Poltekkes. Kami hanya menggunakan botol dengan tali dan pemberat, botol yang kami gunakan sebelumnya sudah disterilkan . Kemudian botol dapat digunakan untuk pengambilan sampel air sungai. Kertas pembungkus dibuka dan tangan tidak boleh menyentuh pembukaan botol. Tutup botol dibuka kemudian mulut botol dibakar dengan kruistang yang ujungnya dibalut kapas dan spiritus kemudian dibakar. Botol ditenggelamkan minimal 25 cm dari permukaan air sungai. Air di ambil sebanyak 2/3 dari volume botol. Sebelum ditutup kembali, mulut botol disterilkan terlebih dahulu dengan cara yang sama yaitu dibakar menggunakan kruistang yang diberi kapas dan spiritus/alkohol yang tersulut api.
Botol yang sudah steril diberi label atau etiket dengan data sebagai berikut:
- Nama Pengirim
- Alamat Pengirim
- Tanggal Pengiriman
- Jenis Sampel
- Asal Sampel
- Jenis Pemeriksaan
setelah diberi etiket, botol dibungkus kembali dengan kertas sampul secara rapi dan siap untuk diperiksa.

E. KESIMPULAN
- Sebelum dan sesudah pengambilan air sampel, botol yang digunakan harus steril
- Jenis air sampel ada tujuh yaitu sampel air kran, sampel sumur gali, sampel ar sungai, sapel kolam renang, sampel mat air/sumber, sampel danau/rawa-rawa, sampel air limbah














PEMERIKSAAN MPN (Most Probable Number) COLIFORM dan E. COLI



A. TUJUAN
1. Mahasiswa dapat melakukan pemeriksaan kualitas air terhadap pencemaran E.Coli
2. Mahasiswa dapat mengetahui cara pemeriksaan E.Coli pada air kran

B. DASAR TEORI
Pemeriksaan bakteriologis air bersih ditujukan untuk melihat adanya kemungkinan pencemaran oleh kotoran maupun tinja. Bakteri yang termasuk jenis coliform antara lain Eschericia coli, Aerobacter aerogenes, dan Eschericia freundii. Sifat bakteri golongan coliform adalah berbentuk batang, tidak dapat membentuk spora, gram negatif, hidup aerob atau anaerob fakultatif, dan dapat meragikan laktosa dengan membentuk gas.
Pada pemeriksaan indikator pencemar air (pemeriksaan MPN) ada 3 teknik dasar, yaitu: uji pendugaan/presumptive test, uji penetapan/comfirmed test, dan uji lengkap/complete test. Test dugaan pada pemeriksaan air ada 2 jenis ragam, yaitu: Ragam 5: 1 : 1, yang digunakan untuk memeriksa sample yang telah mengalami pengolahan misalnya air mineral dalam kemasan dan air PDAM. Serta Ragam 5 : 5 : 5 yang digunakan untuk sample yang belum mengalami pengolahan misalnya air kolam atau air sungai.
C. ALAT dan BAHAN
1. Alat
 Inkubator
 Rak kayu
 Lampu spiritus
 Tabung reaksi
 Tabung durham
 Ose tumpul

2. Bahan
 Sampel air kran
 Media lactosa bort single strenght
 Media lactosa bort triple strength
 Media BGLB

D. HASIL PENGAMATAN
No Hari dan Tanggal pengamatan Jumlah tabung (+) gas keterangan
10 ml 1 ml 0,1 ml
1 Jumat , 3 Desember 2010 5 0 0 Menggunakan ragam 5 : 1 : 1
2 Senin, 6 Desember 2010 0 0 0

E. PEMBAHASAN
Pada praktikum ini kami menyiapkan 5 tabung reaksi yang sudah diisi dengan lactosa bort triple strength dan didalam tabung juga terdapat tabung durham, 2 tabung reaksi yang diisi lactosa bort single strength dan didalam tabung juga terdapat tabung durham. Mengambil sampel air kran kemudian masukkan air tersebut ke dalam 5 tabung reaksi lactosa bort triple strength yang masing – masing tabung diisi 10 ml dengan menggunakan pipet ukur, 1 tabung lactosa bort single strength sebanyak 1 ml dan 1 tabung lactosa bort single strength sebanyak 0,1 ml atau 2 tetes air sampel. Campur air sampel dengan cara digojok perlahan. Kemudian masing – masing tabung reaksi diletakkan pada rak kayu dan diberi kode/label dan ditutup dengan kapas, diletakkan pada gelas kimia dan kemudian diikat menjadi satu lalu pada bagian atas gelas kimia dibungkus dengan kertas sampul coklat. Selanjutnya dieramkan/diinkubasi pada suhu 37 0C selama 48 jam atau 2 hari.
Setelah 2 hari diinkubasi, 5 tabung lactosa bort triple strength terdapat gelembung udara atau terdapat gas, itu berarti positif terdapat bakteri. Sedangkan tabung 1 ml dan tabung 0,1 ml tidak terdapat gas, itu berarti negative terdapat bakteri. Perlakuan selanjutnya adalah tes penegasan, 5 tabung yang positif masing – masing diambil sampelnya menggunakan ose tumpul ke tabung yang berisi BGLB steril, kemudian sampel diinkubasi selama 24 jam pada suhu 44 0C.

F. KESIMPULAN
- Air kran yang berasal dari air PDAM tidak mengandung bakteri Eschericia coli
- Pemeriksaan MPN melalui tahapan pendugaan dan tahapan penegasan

PEMERIKSAAN COD(Dissolved Oxygen Demand)

Dasar teori :
Chemical Oxygen Demand (COD) atau Kebutuhan Oksigen Kimia (KOK) yaitu jumlah oksigen (mg O2) yang dibutuhkan untuk mengoksidasi zat-zat organis yang ada dalam sampel air dimana peoksidasi K2Cr2O7 digunakan sebagai sumber oksigen (oxidizing agent).
Angka yang ditunjukkan COD merupakan ukuran bagi pencemaran air dari zat-zat organik yang secara alamiah dapat mengoksidasi melalui proses mikrobiologis dan dapat juga mengakibatkan berkurangnya oksigen terlarut dalam air.
Sebagian besar zat organis melalui tes COD ini dioksidasi oleh larutan K2Cr2O7 dalam keadaan asam yang mendidih. Adapun reaksi yang terjadi:
CaHbOc + Cr2O72- + H+ → CO2 + H2O + 2 Cr3+
Zat organis Ag2SO4 warna hijau
Perak Sulfat Ag2SO4 ditambahkan sebagai katalisator untuk mempercapat reaksi. Sedangkan merkuri sulfat ditambahkan untuk menghilangkan gangguan klorida yang umumnya terdapat di dalam air buangan.
Untuk memastikan bahwa hampir semua zat organis hampir teroksidasi maka zat pengoksidasi K2Cr2O7 yang sesudah direfluks masih harus tersisa. K2Cr2O7 yang tersisa dalam larutan tersebut digunakan untuk menentukan bebrrapa oksigen yang telah terpakai. Sisa K2Cr2O7 tersebut ditentukan melalui titrasi dengan ferro amonium sulfat (FAS). Indikator ferroin yang digunakan akhir titrasi yitu saat warna hijau – biru larutan menjadi coklat – merah.
Analisis COD berbeda dengan analisa BOD, namun perbandingan antar angka COD dengan angka BOD dapat ditentukan, seperti pada tabel 2.1.
Tabel 2.1 Perbandingan Rata – Rata Angka BOD5/COD
Untuk Beberapa Jenis Air
Jenis Air BOD5/COD
-Air buangan domestik(penduduk)0,40 – 0,60
-Air buangan domestik setelah pengendapan primer 0,60
-Air buangan setelah pengolahan secara biologis 0,20
- Air sungai 0,10
Dalam analisa COD, kadar klorida (Cl-) sampai 2000 mg/l di dalamn sampel dapat menjadi gangguan karena dapat menjadi ganguan karena dapat mengganggu kerjanyakualitas Ag2SO4, dan pada keadaan tertentu turut teroksidasioleh dikromat, sesuai dengan reaksi berikut:
6 Cl- + Cr2O72- + 14 H+ → 3 Cl2 + 2 Cr3+ + 7H2O
Gangguan ini dapat dihilangkan dengan penambahan HgSO4 pada sample.
Adapun keuntungan dengan penambahan tes COD dibandingkan tes BOD5, antara lain:
- memakan waktu ±3 jam, sedangkan BOD5 memakan waktu 5 hari;
- Untuk menganalisa COD antara 50 – 800 mg/l, tidak dibutuhkan pengenceran sampel, sedangkan BOD5 selalu membutuhkan pengenceran;
- Ketelitan dan ketepatan (reprodicibilty) tes COD adalah 2 sampai 3 kali lebih tinggi dari tes BOD5;
- Gangguan zat yang bersifat racun tidak menjadi masalah.
Sedangkan kekurangan dari tes COD adalah tidak dapat membedakan antara zat yang sebenarnya yang tidak teroksidasi (inert) dan zat-zat yang teroksidasi secara biologis. Hal ini disebabkan karena tes COD merupakan suatu analisa yang menggunakan suatu oksidasi kimia yang menirukan oksidasi biologis, sehingga suatu pendekatan saja.
Untuk tingkat ketelitian pinyimpangan baku antara laboratorium adalah 13 mg/l. Sedangkan penyimpangan maksimum dari hasil analisa dalam suatu laboratorium sebesar 5% masih diperkenankan.


Alat dan Bahan :
 COD reactor
 Tabung COD
 Peralatan titrasi dengan buret asam
 Labu Erlenmeyer
 Gelas ukur, pipet ukur
 Sendok penyu

Cara Kerja :
 Alat-alat dicuci/dibilas dengan aquadest.
 Ambil 2 tabung COD
Masing-masing tabung diisi :3 ml H2SO4 pro COD
1,00 ml K2Cr2O7
Sepucuk sendok kecil H2SO4
 Ditutup rapat, digojok.
 Diinkubasi dalam COD reactor selama 2 jam
 Dinginkan
 Tuang larutan ke Erlenmeyer,lalu tabung dibilas aquadest 10ml.
 Tambahkan indicator ferroin 3 tetes
 Titrasi dengan FAS 0,1 N sampai warna merah bata/coklat
Hasil Pemeriksaan :
Data titrasi
No Tabung Volume awal Volume akhir ml Titrasi
1 Bl 6 ml 9,2 ml 3,2 ml
2 Sp 9,2 ml 11,4 ml 2,2 ml


Kadar COD =1000/2 x(ml Titrasi bl-ml Titrasi sp)x0,1 NxFx8
=1000/2x(3,2-2,2)x0,1x1x8
=500x1x0,1x1x8
=400 mg/L
Pembahasan
Dalam pemeeriksaan COD ini menggunakan 2 tabung reaksi, yang salah satunya diisi aquades dan tabung lainnya diisi 2 ml air sampel.
 Air sampel dan aquades ditambah 3 ml sepucuk sendok kristal HgSO4 warnanya jernih dan ada endapan kuning.
 Air sampel dan aquades ditambah 3 ml HgSO4 pro COD warnanya menjadi jernih ada endapan.
 Air sampel dan aquades ditambah 1,0 ml K2Cr2O7 0,25 N warnanya menjadi kuning tua dan terasa panas.
Setelah semua dicampur merata dan ditutup, kemudian dipanaskan dalam COD reaktor selama 2 jam tetapi dalam praktek waktunya hanya setengah jam.Dinginkan dengan gelas kimia kecil yang diisi air dan tabung reaksi dimasukkan dalam gelas kimia.Selanjutnya larutan diberi 1 tetes indikator ferroin dan dititrasi dengan fero ammonium sulfat warnanya menjadi coklat kemerahan, titrasi dihentikan dan catat ml titrasinya.
Kesimpulan :
 COD merupakan jumlah oksigen yang diperlukan untuk dekomposisi/degradasi zat organic secara kimiawi melalui reaksi oksidasi dengan O2.
 Dari hasil pemeriksaan di atas, diperoleh kadar COD sebanyak 400 mg/L, lebih tinggi dibandingkan dengan baku mutunya yaitu 150 mg/L.

PEMERIKSAAN CLOR DAN DAYA SERGAP CLOR

Dasar teori :

            Metode yang dilakukan dalam pemeriksaan ini bertujuan untuk menentukan kadar klor dalam air yang mendasarkan pemeriksaan nya atas reaksi antara Cl₂ dengan orthotoluidin dalam suasana asam kuat membentuk halogonium yang berwarna kuning. Warna kuning ini dibandingkan dengan standar warna dalam kompartor, klor dalam keadaan bebas dalam air hanya membutuhkan waktu kontak dengan orthotoluidin kurang lebih 1 menit, sedangkan Cl₂ dalam keadaan terikat membutuhkan waktu sampai 10 menit.

            Penambahan clorin pada air bertujuan untuk menjaga supaya syarat – syarat bakteriologis tterpenuhi atau untuk memperkirakan keadaan fisik, kimia, rasa dan bau air tersebut. Metode pemeriksaan ini sesuai untuk tujuan penentuan jumlah chlorine yang dibutuhkan untuk menghasilkan sisa klor (chlorine residual) yang cukup pada air sumber yang memenuhi persyaratan. Syarat bakteriologis pada umumnya terjamin dengan adanya sedikit kelebihan klorin. Jika larutan dosis clorin atau bahan lain untuk chlorinasi belum distandarisasi, maka hasil tes hanya suatu perkiraan untuk itu, jika diinginkan data – data yang lebih dipercaya hendaklah bahan untuk chlorinasi itu (kaporit) dibakukan atau dicari kadar chlor yang sebenarnya.

Alat dan bahan :

-          tabung reaksi

-          pipet ukur

-          komparator

-          botol

-          tabung ukur

-          air sampel

-          ballpipet

-          orthotoluidin

-          pipet tetes

-          kaporit

Cara kerja :

1.      ambillah dua buah tabung kemudian isilah masing – masing tabung dengan 10 ml air sampel

2.      tambahkan 1 – 2 tetes orthotoluidin pada salah satu tabung reaksi, kemudian masukkan dua tabung tersebut ke dalam komparator.

3.      Bandingkanlah warna tabung dengan status warna dalam komparator dan catat sisa klornya

4.      Untuk pemeriksaan daya sergap klor, sediakan 1 liter air sampel ke dalam botol kemudian tambahkan 1 – 4 ml kaporit 0,2 %

5.      Ambillah 10 ml air sampel dari botol yang kemudian dipindahkan dalam dua tabung reaksi

6.      Tambahkan 1 – 2 tetes orthotoluidin pada salah satu tabung reaksi

7.      Masukkanlah kedua tabung dalam komparator dan bandingkan warna kuning dengan status warna dalam komparator

8.      Catat sisa klornya

9.      Setelah 10 menit, periksa kembali kadar klor dengan cara seperti langkah 5 hingga 8 sampai kadar sisa klor konstan

Hasil pengamatan dan perhitungan :

Sisa klor segera          = 2,0 ppm

Sisa klor 10 menit I     = 0,5 ppm

Sisa klor 10 menit II    = 0,5 ppm

Daya sergap klor        = sisa klor segera – sisa klor konstan

                                    = 2,0 – 0,5

                                    = 1,5 ppm

Pembahasan :

            Pada tahap pertama kami memeriksa sisa klor air sempel yaitu air selokan  dan hasilnya 0 ppm karena tidak ditambahkan kaporit dan memang air selokan tersebut tidak mengandung klor. Kemudian kami menambahkan kaporit sekitar 2,5 ml pada 1 liter air selokan tersebut. Setelah  air sampel ditambahkan ortotoluidin, air berubah warna menjadi kuning. Hal itu menandakan adanya kandungan klor. Pengukuran sisa klor dibantu dengan komparator. Pemeriksaan dilanjutkan setiap 10 menit hingga kadar klor konstan.

Kesimpulan :

Dari pemeriksaan tersebut air sampel mengandung daya sergap klor sebesar 1,5 ppm